Przejdź do treści

Zespół Komponentów Kwasów Nukleinowych

Logo zespołu komponentów kwasów nukleinowych

U podstaw zainteresowań zespołu Chemii Komponentów Kwasów Nukleinowych leżą cząsteczki uczestniczące w procesie przenoszenia i ekspresji informacji genetycznej. Wykorzystując chemiczne zsyntetyzowane modyfikowane rybonukleozydy oraz oligomery RNA staramy się rozwiązywać problemy naukowe dotyczące wpływu naturalnych lub patogennych nukleozydów tRNA, mt-tRNA i mRNA na aktywność biologiczną tych cząsteczek, głównie w procesie biosyntezy białek. Zajmujemy się również medycznym aspektem zastosowania kwasów nukleinowych, mianowicie syntezą terapeutycznych kwasów nukleinowych opartych o technologię siRNA. Liderką zespołu jest dr hab. inż. Grażyna Leszczyńska, prof. PŁ.

Do szczegółowych obszarów badań zespołu należą:

  • Poszukiwanie nowych, wydajnych i ekonomicznych metod syntezy modyfikowanych nukleozydów obecnych w strukturze komórkowych RNA oraz ich nienaturalnych analogów
  • Synteza modyfikowanych nukleozydów jako próbek referencyjnych do badań nad identyfikacją modyfikowanych nukleozydów obecnych z hydrolizatach izolowanych cząsteczek RNA
  • Charakterystyka fizykochemiczna i strukturalna modyfikowanych nukleozydów; w tym pełna analiza spektroskopowa.
  • Badanie transformacji modyfikowanych nukleozydów w warunkach mimikujących stres oksydacyjny w komórce   
  • Synteza modyfikowanych jednostek monomerycznych blokowanych w sposób skorelowany z syntezą RNA metodą amidofosforynową na fazie stałej
  • Poszukiwanie nowych protokołów syntezy modyfikowanych fragmentów RNA metodą klasyczną oraz metodą post-syntetycznej modyfikacji.
  • Badania uwarunkowań strukturalnych aktywności biologicznej cząsteczek RNA (badania biofizyczne, strukturalne i biochemiczne, we współpracy z innymi ośrodkami naukowymi w Polsce i na świecie).
  • Zastosowanie modyfikowanych RNA do śledzenia dynamiki przemian modyfikowanych jednostek w warunkach in vitro, pod wpływem enzymatycznych białek edytujących/metabolizujących.
  • Zastosowanie modyfikowanych RNA do wyjaśnienia molekularnych przyczyn powstawania chorób związanych z pojawianiem/brakiem modyfikowanych rybonukleozydów w cząsteczkach RNA.
  • Selekcja inhibitorów replikacji patogenów, których cykle rozwojowe wymagają obecności cząsteczek RNA specyficznych dla tych organizmów.
  • Synteza terapeutycznych oligorybonukleotydów stosowanych do wyciszania zdefektowanych genów.
Treść (rozbudowana)
Wybrane publikacje

    1. Podskoczyj, K.; Kłos A.; Dziergowska, A.; Leszczyńska G. "Protection-free, two-step synthesis of C5-C functionalized pyrimidine nucleosides", Curr. Protocols, 2024, doi: 10.1002/cpz1.984.

    2. Podskoczyj, K.; Kłos A.; Drewniak Sz.; Leszczyńska G. Two-step conversion of uridine and cytidine to variously C5-C functionalized analogs. Org. Biomol. Chem., 2023, 21, 2809-2815.

    3. Szczupak P., Sierant M., Wielgus, E., Radzikowska-Cieciura, E., Kulik K., Krakowiak A., Kuwerska P., Leszczynska G., Nawrot B. Escherichia coli tRNA 2-selenouridine synthase (SelU): elucidation od substrate specificity to understand the role of S-geranyl-tRNA in the conversion of 2-thio- into 2-selenouridines in bacterial tRNA. Cells, 2022, 11, 1522.

    4. Skotnicki, K., Janik, I., Sadowska, K., Leszczynska, G., Bobrowski, K. Radiation-Induced Oxidation Reactions of 2-Selenouracil in Aqueous Solutions: Comparison with Sulfur Analog of Uracil. Molecules 2022, 27(1), 133.

    5. K. Kulik, K. Sadowska, E. Wielgus, B. Pacholczyk-Sienicka, E. Sochacka, B. Nawrot;  “2‑Selenouridine, a modified nucleoside of bacterial tRNAs, its reactivity in the presence of oxidizing and reducing reagents”; Int. J. Mol. Sci., 23, 7973, doi.org/10.3390/ijms23147973 (2022)

    6. K. Frankowska, E. Sochacka; „New efficient synthesis of tRNA related adenosines bearing the hydantoin ring (ct6A, ms2ct6A) by intramolecular cyclization of N6-(N-Boc-α-aminoacyl)-adenosine derivatives”; ChemBioChem, 23, e2021006 (2022)

    7. Podskoczyj K., Kulik, K., Wasko, J., Nawrot, B., Suzuki, T., Leszczynska, G. Synthesis and properties of the anticodon stem-loop of human mitochondria tRNAMet containing the disease-related G and m1G nucleosides at position 37. Chem.Commun., 2021, 57, 12540.

    8. K. Dębiec, E. Sochacka; “Efficient access to 3′-O-phosphoramidite derivatives of tRNA related N6-threonylcarbamoyladenosine (t6A) and 2-methylthio-N6-threonylcarbamoyl-adenosine (ms2t6A)”; RSC Advances, 11, 1992-1999 (2021)

    9. Zhou J, Lénon M, Ravanat JL, Touati N, Velours C, Podskoczyj K, Leszczynska G, Fontecave M, Barras F, Golinelli-Pimpaneau B “Iron-sulfur biology invades tRNA modification: the case of U34 sulfuration”. Nucleic Acids Res. 2021;49, 997-4007.

    10. Leszczynska G, Cypryk M, Gistynski B, Sadowska K, Herman P, Bujacz G, Lodyga-Chruscinska E, Sochacka E, Nawrot B. “C5-substituted 2-selenouridines  ensure efficient base pairing with guanosine; consequences for reading the NNG-3’ synonymous mRNA codons”, Int. J. Mol. Sci. 2020, 21, 2882-2905;

    11. Bartosik K, Debiec K, Czarnecka A, Sochacka E, Leszczynska G. „Synthesis of nucleobase-modified RNA oligonucleotides by post-synthetic approach”, Molecules, 2020, 25, 3344-3381.

    12. K. Kulik, K. Sadowska, E. Wielgus, B. Pacholczyk-Sienicka, E. Sochacka, B. Nawrot; “Different oxidation pathways of 2-selenouraci and 2-thiouracil, natural components of transfer RNA”; Int. J. Mol. Sci., 21, 5956, doi: 10.3390/ijms21175956 (2020)

    13. Debiec K, Matuszewski M, Podskoczyj K, Leszczynska G, Sochacka E. „Chemical synthesis of oligoribonucleotide (ASL of tRNALys T.brucei) containing a recently discovered cyclic form of 2-methylthio-N6-threonylcarbamoyladenosine (ms2ct6A).” Chem. Eur. J. 2019, 25, 13309-13317;

    14. Borowski R, Dziergowska A, Sochacka E, Leszczynska G. „Novel entry to the synthesis of (S)- and (R)-5-methoxycarbonylhydroxymethyluridines – diastereomeric pair of wobble tRNA nucleosides”, RSC Adv., 2019, 9, 40507-40512;

    15. Sierant M., Leszczynska G., Sadowska K., Komar P., Radzikowska-Cieciura E., Sochacka E., Nawrot B. “Escherichia coli tRNA 2-selenouridine synthase (SelU) converts S2U-RNA to Se2U-RNA via S-geranylated-intermediate”, FEBS Letters, 2018, 592, 2248–2258.

    16. Zhou Q., Vu Ngoc B.T, Leszczynska G., Stigliani J-L., Pratviel G. “Oxidation of 5-methylaminomethyl uridine (mnm5U) by oxone leads to aldonitrone derivatives.” Biomolecules, 2018, 8, pii: E145.

    17. L. P. Sarin, S.D. Kienast, J. Leufken, R.L. Ross, A. Dziergowska, K. Debiec, E. Sochacka, P.A. Limbach, Ch. Fufezan, H.C.A. Drexler, S.A. Leidel; “Nano LC-MS using capillary columns enables accurate quantification of modified ribonucleosides at low femtomol levels” RNA, 24, 1403–1417 (2018)

    18. M. Sierant, K. Kulik, E. Sochacka, R. Szewczyk, M. Sobczak, B. Nawrot; “Cytochrome c catalyzes the hydrogen peroxide assisted oxidative desulfuration of 2-thiouridines in transfer RNAs”; ChemBioChem. 19, 687-695 (2018)

    19. Sochacka E., Lodyga-Chruscinska E., Pawlak J., Cypryk M., Bartos P., Ebenryter-Olbinska K., Leszczynska G, Nawrot B. C5-substituents of uridines and 2-thiouridines present at the wobble position of tRNA determine the formation of their keto-enol or zwitterionic forms – a factor important for accuracy of reading of guanosine at the 3’-end of the mRNA codons. Nucleic Acids Res. 2017, 45, 4825-4836;

    20. Bartosik K., Sochacka E., Leszczynska G. Post-synthetic conversion of 5-pivaloyloxymethyluridine present in a support-bound RNA oligomer into biologically relevant derivatives of 5-methyluridine. Org. Biomol. Chem., 2017, 15, 2097-2103.

    21. M. Matuszewski, K. Debiec, E. Sochacka; “Efficient conversion of N6-threonylcarbamoyl-adenosine (t6A) into a tRNA native hydantoin cyclic form (ct6A) performed at nucleoside and oligoribonucleotide levels”; Chem. Commun., 47, 7945-7948 (2017)

    22. Leszczynska G., Sadowska K., Sierant M., Sobczak M., Nawrot B., Sochacka E. Reaction of S-geranyl-2-thiouracil modified oligonucleotides with alkyl amines leads to the N2-alkyl isocytosine derivatives. Org. Biomol. Chem., 2017, 15, 5332-5336.

    23. M. Matuszewski, J. Wojciechowski, K. Miyauchi, Z. Gdaniec, W. M. Wolf, T. Suzuki, E. Sochacka; “A hydantoin isoform of cyclic N6-threonylcarbamoyladenosine (ct6A) is present in tRNAs”;Nucleic Acids Res., 45, 2137-2149 (2017)

    24. . Kang, K. Miyauchi, M. Matuszewski, G.S. D’Almeida, M.A. T. Rubio, J.D. Alfonzo, K. Inoue, Y. Sakaguchi, T. Suzuki, E. Sochacka, T. Suzuki; “Identification of 2-methylthio cyclic N6-threonylcarbamoyladenosine (ms2ct6A) as a novel RNA modification at position 37 of tRNAs”;Nucleic Acids Res., 45, 2124-2136 (2017)

    25. Leszczynska G., Sadowska K., Bartos P., Nawrot B., Sochacka E., S-Geranylated 2-thiouridines of bacterial tRNAs: chemical synthesis and physicochemical properties. Eur. J. Org. Chem. 2016, 3482-3485;

    26. Sierant M., Leszczynska G., Sadowska K., Dziergowska A., Rozanski M., Sochacka E., Nawrot B. S-Geranyl-2-thiouridine wobble nucleosides of bacterial tRNAs; chemical and enzymatic synthesis of S-geranylated-RNAs and their physicochemical characterization. Nucleic Acids Res. 2016, 44, 10986-10998;

    27. Duechler M., Leszczynska G., Sochacka E., Nawrot B. Nucleoside modifications in the regulation of gene expression: focus on tRNA. Cell Mol Life Sci. 2016, 73, 3075-3095;

    28. Bartosik K., Leszczynska G. Synthesis of various substituted 5-methyluridines (xm5U) and 2-thiouridines (xm5s2U) via nucleophilic substitution of 5-pivaloyloxymethyluridine/2-thiouridine.Tetrahedron Lett., 2015, 56, 6593-6597.

    29. Graham W.D., Barley-Maloney L., Stark C.J., Kaur A., Stolyarchuk K., Sproat B., Leszczynska G., Malkiewicz A., Safwat N., Mucha P., Guenther R., Agris P. F. Functional recognition of the modified human tRNALys3UUU anticodon domain by HIV's nucleocapsid protein and a peptide mimic. J. Mol. Biol., 2011, 410, 698-715;

    30. van den Born E., Vågbø C. B., Songe-Møller L., Leihne V., Lien G. F., Leszczynska G., Malkiewicz A., Krokan H.E., Kirpekar F., Klungland A., Falnes P.Ø. ALKBH8-mediated formation of a novel diastereomeric pair of wobble nucleosides in mammalian tRNA.  Nat. Commun., 2011, 2, 172, 

    31. Eshete M., Marchbank M.T., Deutscher S.L., Sproat B., Leszczynska G., Malkiewicz A., Agris P.F. Specificity of phage display selected peptides for modified anticodon stem and loop domains of tRNA. Protein J., 2007, 26, 61-73;

0